微塑膠竟能導致腦中血栓？新研究揭示其對神經行為的潛在影響

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最新研究發現，微塑膠進入血液後可能被免疫細胞吞噬，導致腦部微血管阻塞，引發血栓並影響神經行為。研究透過活體成像技術觀察到，微塑膠會降低腦部血流，導致小鼠行為異常，如運動能力下降與記憶受損。這項發現加深了對環境微塑膠對人體健康潛在威脅的關注。

Microplastics in the bloodstream can induce cerebral thrombosis by causing cell obstruction and lead to neurobehavioral abnormalities

血液中的微塑膠可能透過細胞阻塞誘發腦血栓，並導致神經行為異常。

Huang H, Hou J, Li M, Wei F, Liao Y, Xi B. Microplastics in the bloodstream can induce cerebral thrombosis by causing cell obstruction and lead to neurobehavioral abnormalities. Sci Adv. 2025;11(4):eadr8243. doi:10.1126/sciadv.adr8243

https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/39841831/

Abstract

Human health is being threatened by environmental microplastic (MP) pollution. MPs were detected in the bloodstream and multiple tissues of humans, disrupting the regular physiological processes of organs. Nanoscale plastics can breach the blood-brain barrier, leading to neurotoxic effects. How MPs cause brain functional irregularities remains unclear. This work uses high-depth imaging techniques to investigate the MPs within the brain in vivo. We show that circulating MPs are phagocytosed and lead these cells to obstruction in the capillaries of the brain cortex. These blockages as thrombus formation cause reduced blood flow and neurological abnormalities in mice. Our data reveal a mechanism by which MPs disrupt tissue function indirectly through regulation of cell obstruction and interference with local blood circulation, rather than direct tissue penetration. This revelation offers a lens through which to comprehend the toxicological implications of MPs that invade the bloodstream.

摘要

環境微塑膠（MP）污染正對人類健康構成威脅。研究已在人體血液及多種組織中檢測到 MP，並發現其會干擾器官的正常生理功能。奈米級塑膠顆粒能穿透血腦屏障，導致神經毒性效應。然而，MP 如何引起大腦功能異常仍不清楚。本研究利用高解析度影像技術，在活體內探測大腦中的 MP。結果顯示，循環中的 MP 被吞噬細胞攝取，並導致這些細胞堵塞大腦皮質微血管。這些阻塞進一步促成血栓形成，導致小鼠血流減少及神經異常。我們的數據揭示了 MP 透過調控細胞阻塞及干擾局部血液循環間接破壞組織功能，而非直接穿透組織的作用機制。這一發現為理解入侵血液循環的 MP 之毒理學影響提供了新的視角。

前言

微塑膠（MPs）指的是直徑小於 5 mm 的塑膠顆粒¹,²。這些顆粒可能來自專門生產的小型塑膠顆粒，也可能源於較大塑膠製品在環境中降解、風化及碎裂的過程³–⁵。MPs 廣泛存在於全球各種環境中，從海洋到陸地，甚至從南極冰層到人類聚落⁴。MPs 污染在海洋中特別嚴重，魚類、貝類及浮游生物等海洋生物會攝取這些顆粒，進而將其引入人類食物鏈⁴–⁶。此外，大量 MPs 亦被發現於淡水系統，包括河流、湖泊及水庫，導致人類水源遭受污染。MP 顆粒還可透過大氣傳播，進入空氣並最終進入人體呼吸系統⁷。近期研究顯示，使用塑膠醫療器材可能使 MPs 直接進入人類血液⁸。

MPs 已在人體糞便及多種組織中被發現，包括肝臟、腎臟、胎盤與血液⁹–¹¹。當 MPs 在生物體內累積，可能導致組織功能障礙及慢性疾病，如呼吸系統疾病、免疫系統失調、慢性發炎、內分泌腺影響導致荷爾蒙失衡及代謝功能異常¹²–¹⁵。其中，MPs 存在於血液中構成了重大健康風險。隨著血液循環，這些顆粒可能被運送至任何器官，尤其是遠端微血管分支。有研究顯示，血液中的 MPs 可能引發急性心血管疾病¹⁶,¹⁷。此外，一項研究發現，在頸動脈粥狀硬化斑塊中檢測到 MPs 和奈米塑膠（NPs）的患者，在 34 個月內罹患心肌梗塞、中風或任何原因導致死亡的風險顯著增加¹⁸。相比於 MPs 所引發的慢性疾病，這些潛在風險更具威脅性。

此外，MPs 亦可能導致大腦功能障礙。奈米級塑膠顆粒可穿透血腦屏障（BBB）並進入大腦組織¹⁹,²⁰。研究發現，NPs 可與 α-突觸核蛋白纖維結構相互作用，促進其在易感腦區的病理擴散，進而可能誘發或加重帕金森氏症及其他神經退行性失智症²¹。然而，微米級塑膠如何影響大腦功能仍不明確。儘管多項研究證實，MPs 暴露會影響行為，並在小鼠中誘導焦慮等表現型²²,²³，但仍有推測認為，微米級塑膠在體內降解為奈米級顆粒後才進入大腦發揮作用。此外，也有研究指出，MPs 對大腦的影響可能是透過周邊組織介導，例如調控免疫發炎及糖脂代謝²⁴–²⁷。然而，MPs 影響大腦的途徑及其作用機制仍未確定。

新研究技術的發展與創新應用，常能開闢新的研究方向，為科學家提供新的視角，並深化對科學原理的理解。本研究應用了 微型雙光子顯微鏡技術（mTPM），在清醒狀態下的活體小鼠腦內成像，並利用其高解析度與深層影像能力，追蹤血管內 MPs 的動態。我們發現，MPs 在小鼠大腦皮質血管內高速移動，並揭示了一種可能導致大腦功能障礙與神經損傷的作用機制。

結果

為探討 MP 顆粒對大腦的影響，我們首先對大腦血管進行成像。我們假設，即使 MPs 需先降解為 NPs 才能穿越血腦屏障（BBB）並影響神經元功能，這些 NPs 仍須先抵達局部腦血管並試圖穿越 BBB，因此透過血管成像可以捕捉此過程。此外，使用螢光標記的 MP 微球進行成像，可進一步驗證這一假設。

為進行活體小鼠腦血管成像，我們使用了適當的成像系統（圖 S1A, B）²⁸。小鼠需經手術固定頭部裝置於顯微鏡鏡頭上（圖 1A）。術後，透過小鼠頭部的成像窗口，可觀察大腦皮質組織的血管網絡，其視野範圍（FOV）於明場成像中清晰可見（圖 1B）。此外，我們透過腺相關病毒（AAV）在神經元中表達螢光探針，以增強血管成像的對比度。在單光子螢光激發後，於 FOV 內確定最佳成像位置。

在 FOV2 與 FOV3 區域內，可見血管（BV）與血流動態（圖 1B，詳見影片 S1）。選定適合的成像區域後，我們利用雙光子激發技術，對深層大腦組織進行螢光成像（FOV4，圖 1B）。

血液中未偵測到螢光訊號，成像視野（FOV）內的血管與周圍組織呈現高對比度。將影像轉換為三維（3D）以呈現訊號後，可更清晰地觀察血管通道（圖 1C）。在影像中標示感興趣區域（ROIs），並計算其螢光強度。線性 ROI（a# 與 d#）在血管處的螢光強度顯著下降（圖 1D）。相較之下，ROI 1# 和 4# 的長期螢光值則穩定地圍繞特定數值波動，顯示血流並未引起顯著或不可逆的訊號變化（圖 1E 及圖 S1C–E）。這些結果表明，該成像系統適用於活體腦血管內螢光訊號的偵測。

利用此成像系統，我們嘗試可視化血液中的螢光 MP 顆粒。小鼠的典型血流速率範圍為 2.5–18 cm/s，在微血管中則顯著降低至每秒數百微米²⁹。由於成像 FOV 的限制，為偵測隨血液流動的 MP 顆粒，成像頻率需低於 1 Hz。在選定清晰的血管成像區域後，小鼠經灌胃餵食含有螢光標記 MP 顆粒的水溶液（圖 2A, B）。

為提高捕捉 MP 影像的機率，我們最大化有效成像時間，因此在 MP 處理後 1 小時開始進行成像（圖 2B）。

我們首次觀察到 MPs 在血液中移動的時間為處理小鼠後 2 小時 20 分（圖 2C，詳見影片 S2）。MPs 的移動軌跡在黑暗的血管區域中呈現類似閃電的模式，且其運動軌跡呈梭形（圖 2C）。特別是在 3 小時 4 分 時，我們觀察到某一 MP 的軌跡類似彗星，帶有拖曳的尾跡。單幀成像時間為 208 毫秒，整個 MP 軌跡皆可在此時間內捕捉（圖 2D）。MPs 出現的位置伴隨明顯的螢光強度變化，如圖 2D 所示。

為簡化並形象化描述這一現象，我們將 MP 顆粒在血管內的運動稱為 「微塑膠閃光」（MP-Flash）。在本研究的五隻小鼠中，四隻觀察到 MP-Flash（圖 2E）。所有出現 MP-Flash 的小鼠皆在 處理後 2 小時內 發生。在這四隻小鼠中，其中一隻僅偵測到一次 MP-Flash（圖 2E）。MP-Flash 平均出現時間為 191 分鐘（圖 2F）。

MP-Flash 軌跡的長度均 小於 330 μm（圖 2G），且整個運動過程可在單幀影像內完成，持續時間 少於 208 毫秒。MP-Flash 軌跡的 中位長度為 57.5 μm（圖 2H 及補充圖 S2A）。此外，MP-Flash 的出現時間與其軌跡長度之間無線性相關性（補充圖 S2B）。

MP 顆粒在 MP-Flash 期間的中位運動速度為 321 μm/s（圖 2I），與血流速率相當。然而，由於不同小鼠的血管類型與尺寸可能存在差異，因此 MP-Flash 的速度與軌跡長度可能有所不同（圖 2G）。

總結來說，透過 毫秒級成像技術，我們成功偵測到活體動物腦血管內的 MP-Flash，並計算其基本運動特徵。這些結果證明，本研究提供了一種有效的活體動物腦血管 MP 偵測方法。

在 螢光標記 MP 處理後 3 小時，我們在血液中觀察到帶有螢光訊號的細胞（圖 3A 及補充圖 S3A，詳見影片 S3）。然而，在未接受螢光 MP 處理的對照組中，即使延長成像時間（>3 小時），仍未偵測到此類訊號。這些細胞的螢光強度與 MP-Flash 訊號相當，且顯著高於表達探針的神經元細胞的螢光訊號（圖 3B）。因此，我們假設進入血液中的螢光 MP 被細胞吞噬，使其帶有螢光標記。

為驗證此假設，我們 直接將 MPs 經靜脈注射至小鼠血液中（圖 3C）。與灌胃投予相比，靜脈注射後數分鐘內即能在大腦皮質血管中觀察到 MP-Flash 訊號（圖 3D）。然而，兩種給藥方式所觀察到的 MP-Flash 軌跡長度無顯著差異（圖 3E）。

令人意外的是，在 靜脈注射後約 10 分鐘，我們即偵測到螢光標記細胞（圖 3F）。我們比較了 MP-Flash 出現時間與螢光標記細胞出現時間，發現螢光標記細胞通常在 MP-Flash 出現後 6 分鐘內 被觀察到（圖 3F）。此外，在未接受 MP 處理的對照組中，血液內未發現類似的螢光細胞。

綜合以上結果，螢光 MPs 進入血液後，導致血液中出現螢光標記細胞，這表明 MPs 可能被血液中的細胞吞噬。

我們進一步追蹤並觀察這些吞噬微塑膠的細胞，並將其命名為 MP 標記細胞（MPL-Cells）。使用 ImageJ 軟體測量，這些細胞的直徑約為 21 μm（圖 3G 及補充圖 S3B）。

我們發現 MPL-Cells 在血管內的移動並 未完全與血流同步。在某些實驗中，MPL-Cells 會被困在血管的特定位置，並停留較長時間。圖 3H（補充圖 S3C）顯示了一個 MPL-Cell 在大腦皮質血管中的運動軌跡。該細胞進入並離開成像視野（FOV）約花費 10 分鐘，但其運動並不均勻。在大多數軌跡區段（軌跡 1 與 3）內，細胞僅停留幾秒鐘（圖 3I）。然而，在 軌跡 2 中，該細胞雖然移動距離最短，但卻耗時最長，可能是因為該區域存在 接近 90° 的急轉彎，導致細胞阻塞。

我們通過分析類似事件，將 停滯超過 2 分鐘 的細胞定義為 阻塞細胞。部分 MPL-Cells 在經過一段時間的阻塞後，仍可因血流推動而離開 FOV（圖 3J，詳見影片 S4）。這些細胞的運動軌跡可分為 三個階段，部分細胞直接被阻塞，未經歷第一階段即停滯，之後才因血流離開。此外，我們發現 約 18% 的 MPL-Cells 在成像結束前仍停滯在原位置（圖 3K 及補充圖 S3D）。

值得注意的是，我們 未觀察到 MPs 附著於血管壁，也 未發現 MPs 穿越血管壁進入大腦組織。

接著，我們試圖分選並分析 MPL-Cells（圖 4A）。在 靜脈注射螢光 MP 20 分鐘後，我們從小鼠心臟收集血液，並對分離出的細胞進行流式細胞儀分析。結果顯示，在注射組中觀察到明顯的 FITC（螢光異硫氰酸酯）陽性細胞，而未處理的對照組則未見此現象（圖 4B 及補充圖 S4A, B）。所有接受 MP 注射的五隻小鼠皆檢測到 FITC 陽性細胞（圖 4C）。

已知免疫細胞對外來病原體與異物具有強吞噬能力³⁰。本研究結果顯示，處理組中約 94% 的 FITC 陽性細胞帶有 CD45 免疫細胞標記（圖 4D 及補充圖 S4C），證實這些吞噬 MPs 的細胞主要為 免疫細胞。

為進一步鑑定細胞類型，我們使用 F4/80 及 Ly6G/C 抗體標記細胞（圖 4E 及補充圖 S4D, E）。結果顯示，這些免疫細胞中約 41% 同時表現 F4/80 與 Ly6G/C（雙陽性），而 35% 僅表現 F4/80（單陽性）（圖 4F）。這表明 吞噬 MP 顆粒的細胞主要為嗜中性球（F4/80+ Ly6G+）及巨噬細胞（F4/80+ Ly6G−），與已知嗜中性球與巨噬細胞具有強吞噬能力的特性相符。

接著，我們比較了 吞噬 MP 的嗜中性球 與 未吞噬的嗜中性球，結果顯示 前向散射（FSC）顯著增加，側向散射（SSC）則下降（圖 4G, H）。這表明 吞噬 MPs 會影響細胞的大小與表面特性，可能會進一步 促成 MPL-Cells 阻塞血管（圖 4I）。

影像數據顯示，部分 MPL-Cells 在 短暫阻塞後可隨血流離開 成像視野（FOV）。然而，仍有一些 MPL-Cells 即使經過較長的成像時間，仍持續阻塞於血管內。我們觀察到 三個 MPL-Cells 在約 2.5 小時的成像過程中仍停留於 FOV 內（圖 5A）。

這三個 MPL-Cells 展現了 不同的形態特徵，包括 規則的橢圓形 及 起皺的輪廓。為了更清晰觀察受阻細胞，我們選擇 未標記神經元的小鼠 來 減少背景訊號，確保只捕捉 MPL-Cells 的螢光訊號。

進一步分析顯示，由於 MPL-Cells 未完全位於相同的水平成像平面，其形態特徵可能有所變化。如圖 5B 所示，我們選擇了 兩個不同深度（I 與 II） 進行成像。在改變成像深度後，細胞 I-a 由橢圓形變為皺縮狀（II-a），而細胞 I-b 則由皺縮狀變為橢圓形（II-b）。

為了進一步 建立細胞的 3D 影像，我們進行了 Z 軸堆疊成像（z-stack imaging）（圖 5C 及補充圖 S5A）。

我們觀察到 MPL-Cells 呈 垂直排列的形態，似乎是被拉長後嵌入血管內（圖 5D，詳見影片 S5）。不同的成像深度顯示 MPL-Cells 在血管內的縱向剖面不同（圖 5B，I 與 II）。我們推測 MPL-Cells 主要阻塞於 從大腦深部延伸至皮質的血管與皮質內側向分佈血管的交界處，這些區域的血管彎曲度較大³¹。

接下來，我們 定量分析 MPL-Cells 在不同時間點的阻塞密度（補充圖 S5B）。結果顯示，處理後 1 小時的阻塞細胞數顯著高於 30 分鐘時的數量（圖 5E）。在 2 小時時，阻塞密度仍維持在高水平，與 1 小時時無顯著差異。我們透過 影像拼接技術，呈現 MPL-Cells 在大腦皮質的大範圍分佈情況（圖 5F）。分析大量細胞後，我們發現這些細胞 主要阻塞於垂直於皮質的血管（如圖 5B 所示）。

此外，這些受阻 MPL-Cells 會在血管內滯留多久，才會被清除？ 大腦含有大量微血管，這些細胞的阻塞可能影響血流，進而導致神經功能障礙³²–³⁴。我們對處理過的 小鼠進行 1 週的追蹤實驗（圖 5G）。結果顯示，7 天後這些細胞仍未完全被清除（圖 5H），但 阻塞細胞的密度已顯著下降（圖 5I）。

我們進一步探討 MPL-Cells 阻塞血管的機制是否特異於微米級塑膠顆粒，以及 塑膠顆粒的大小是否會影響細胞阻塞。

為此，我們分別給予小鼠 直徑 2 μm 與 0.08 μm 的螢光塑膠顆粒，並觀察它們在血管內的分佈，以及後續標記細胞的情況（圖 6A）。

結果顯示，2 μm 塑膠顆粒標記的細胞，其螢光訊號範圍較 5 μm 顆粒標記的細胞小。此外，2 μm 顆粒標記的細胞螢光訊號並非完整球形，而是呈現 核心訊號較強、周圍訊號較弱的環狀分佈（圖 6A，詳見影片 S6）。相比之下，0.08 μm 顆粒標記的細胞形態更不明顯，核心訊號模糊，螢光強度較低（圖 6A，詳見影片 S7）。

在 暴露 2 小時後，我們測量了 MPL-Cells 在腦血管內的阻塞程度。結果顯示，暴露於 2 μm 塑膠顆粒的小鼠，其 MPL-Cells 阻塞程度顯著低於 5 μm 顆粒，阻塞細胞的數量減少 超過 50%（圖 6B）。此外，暴露於 0.08 μm 塑膠顆粒的小鼠，腦血管內幾乎無阻塞現象，在 兩隻小鼠的 15 個 FOV 內僅觀察到 1 個受阻細胞（圖 6B）。

24 小時內的觀察顯示，與 5 μm 顆粒組相比，2 μm 顆粒組的阻塞細胞數量顯著下降（圖 6C）。與此一致的是，0.08 μm 顆粒標記的細胞在 12 小時內完全消失（圖 6C）。

為了提高與實際人類暴露水平（血液中 12 μg/ml）的可比性⁸，我們使用 5 μm MPs 測試了不同濃度對 MPL-Cells 阻塞的影響。

結果顯示，當暴露濃度減半時，MPL-Cells 的阻塞程度無顯著變化（圖 6D），這表明 原始暴露濃度可能已達到 MPL-Cells 阻塞的飽和點。然而，當最終濃度降低至 5 μg/ml 時，細胞阻塞程度顯著下降（圖 6D）。

值得注意的是，即使在 最低濃度（5 μg/ml） 的 MPs 組中，仍能觀察到大腦血管內的細胞阻塞現象。

為探討 MPL-Cells 阻塞血管對血流的影響，我們使用 雷射散斑對比成像（LSCI） 監測小鼠大腦的血流變化。我們在不同時間點測量了大腦皮質血管內 30 個感興趣區域（ROIs） 的血流變化（圖 7A 及補充圖 S6）。

LSCI 結果顯示，MPs 處理後，血管內的血流灌注水平下降（圖 7B）。特別是在 處理後 30 分鐘，血流灌注水平顯著低於 處理後 10 分鐘，顯示 MPL-Cells 阻塞可能導致血流減少。

為進一步分析 MPs 對不同血流速率血管的影響，我們根據 血流灌注水平（perfusion units, PU） 將血管分為三組：

1. PU > 500
2. 400 < PU ≤ 500
3. PU ≤ 400

結果顯示，PU > 500 的血管在測量過程中無顯著變化（圖 7C）。相反，另兩組（PU ≤ 500）的血管在 處理後 10 分鐘開始出現顯著的血流灌注下降（圖 7D, E），並在 30 分鐘時達到最低點。這些結果表明，MPL-Cells 阻塞主要影響 血流較低的小型血管，進而影響血液灌注。

血管栓塞會導致腦組織供血不足，進而影響神經活動並導致認知障礙³⁵,³⁶。我們進一步探討 MPL-Cells 阻塞是否會引發小鼠的行為變化（圖 8A）。

血管栓塞會導致腦組織供血不足，進而影響神經活動並導致認知障礙³⁵,³⁶。我們進一步探討 MPL-Cells 阻塞是否會引發小鼠的行為變化（圖 8A）。

開放場實驗（Open-field test）：評估探索行為與焦慮
在 MP 注射後 6 小時，小鼠接受 開放場測試（圖 8B），該測試廣泛應用於評估 焦慮及神經精神疾病。結果顯示，MP 處理小鼠的 總移動距離與速度顯著低於對照組（圖 8C, D），但 進入中央區域的次數無顯著差異（圖 8E）。

Y 迷宮測試（Y-maze test）：評估工作記憶
在 Y 迷宮測試中（圖 8F），MP 處理小鼠的 總移動距離低於對照組（圖 8G），且 空間記憶能力顯著下降（圖 8H）。這些結果表明 MPs 可能抑制小鼠的運動能力。

運動協調性測試（Rotarod 與 Rod-hanging）
為進一步驗證 MPs 是否影響小鼠的運動能力，我們進行了 旋轉桿（rotarod）與懸桿（rod-hanging）測試。結果顯示：

MP 處理小鼠在 旋轉桿測試中的持續時間顯著下降（圖 8I）。
在 懸桿測試中，MP 處理小鼠在注射後 1 天與 3 天的懸掛時間顯著縮短，表明 協調性與耐力下降，但在 第 7 天時恢復（圖 8J）。
這些結果表明，MPs 對小鼠的運動能力影響可能進一步影響其在開放場與 Y 迷宮測試中的表現。此外，MP 處理小鼠表現出 多方面的神經行為異常，類似於 腦血流受損相關的憂鬱狀態³⁷,³⁸。

恢復過程（28 天後）
28 天後，旋轉桿測試結果顯示 MPL-Cells 阻塞所造成的行為損傷已恢復（圖 8K）。
MP 處理小鼠體重下降（圖 8L），可能與 運動能力下降影響進食行為 有關。
28 天後，大腦血管內 MPL-Cells 的阻塞密度顯著低於 7 天時的水平（圖 8M）。這與小鼠 28 天後行為恢復的結果相符。

討論

長期以來，科學研究人員透過遠距離（如天文科學）、大規模（如地球科學）或微觀世界（如生命科學）成像技術的應用，探索與總結各種現象背後的基本原理。我們利用螢光微塑膠（MPs）與體內成像技術來偵測生物體循環系統中的 MPs。MP-Flash 以清晰軌跡完整捕捉。此成像系統的建立，不僅使研究人員能夠在生物體內直接觀察 MPs，亦提供了研究 MPs 在生物體內作用的重要工具。利用此成像系統，我們的研究結果顯示，免疫細胞會吞噬血液中的 MPs，並將其稱為 MPL-Cells（圖 S7）。我們成功捕捉 MPL-Cells 移動過程的影像，並發現這些細胞可能阻塞腦部血管。透過多層掃描成像與 3D 重建技術，我們獲得了被阻塞的 MPL-Cells 清晰影像（圖 5B–D）。長時間追蹤顯示 MPL-Cells 在血管內長達至少一週難以清除。阻塞現象顯著減緩血流，導致小鼠神經功能受損。對 MPL-Cells 的直接觀察提供了 MPs 誘發神經功能障礙的機制解釋。

然而，這項技術仍處於早期應用階段，在數據收集與分析方面仍有諸多不足。我們成功記錄到循環血液中的 MPs（圖 2C）。利用毫秒級成像技術，捕捉 MP-Flash 在 208 毫秒內的運動軌跡，並計算其運動速度（圖 2I）。但此計算仍存在一定限制。首先，MP-Flash 的運動是否完全落在成像平面內仍不確定，可能導致軌跡長度低估。此外，儘管我們採用高速雙向線掃描模式進行影像擷取，但完整視野（FOV）的成像時間仍為 208 毫秒，暗示 MP-Flash 的實際運動時間可能更短，這些因素可能導致運動速度低估。此外，本研究所使用的 MP 顆粒之物理特性（直徑、聚苯乙烯材質、球形）對成像技術與計算方法亦有所限制，可能影響其對其他類型 MPs 的適用性。

研究結果顯示，MPs 主要由血液中的免疫細胞吞噬。然而，免疫細胞在吞噬 MPs 後為何會阻塞血管的機制尚不明確。嗜中性球（neutrophils）表達多種黏附分子，如整合素與選擇素，這些分子與其他細胞或細胞外基質上的配體相互作用，形成短暫或穩定的黏附（參考文獻 37–39）。此外，病原體或組織損傷的局部訊號可誘導嗜中性球的極化，使其與內皮細胞互動並產生黏附（參考文獻 40, 41）。另外，嗜中性球在吞噬與黏附後，可能會形成細胞外陷阱（NETs）（參考文獻 42）。在 3D 成像中，我們觀察到 MPL-Cells 呈現類似傘狀摺疊的細胞形態（圖 5D）。這也可能解釋了阻塞現象為何發生得如此迅速。除了血管環境的影響，MPL-Cells 本身的黏附性變化可能是關鍵因素。較大顆粒的吞噬可能導致細胞尺寸與物理性質變化，例如腫脹或硬度增加（參考文獻 43, 44），進而難以通過血管狹窄或彎曲處。流式細胞儀數據亦顯示，吞噬 MPs 的嗜中性球具有前向散射（FSC）增加與側向散射（SSC）減少的特徵（圖 4G, H）。

然而，MPL-Cells 阻塞涉及多種細胞生物學過程，其中大多仍未明瞭。吞噬 MPs 後，細胞內部的訊號傳導途徑如何改變，以及哪些細胞膜受體受到影響仍屬未知。此外，血管內皮的特異性是否調控阻塞，血液中的訊號蛋白如何影響該過程，仍需進一步探討。抑制特定功能蛋白可有助於闡明此現象涉及的細胞生物學過程。例如，使用小分子藥物 Dyngo-4a 抑制功能蛋白 dynamin，或使用 Milategrast 抑制細胞黏附，可探討 MPL-Cells 的阻塞是否依賴細胞黏附，或僅細胞結構擴張即可導致阻塞。我們的數據顯示，吞噬顆粒的尺寸對細胞阻塞至關重要（圖 6B），但不同大小顆粒是否啟動不同的訊號傳導途徑進而影響細胞黏附仍不清楚。此外，體外實驗顯示，吞噬顆粒的大小直接影響免疫細胞功能（參考文獻 43）。提取並進行 MPL-Cells 的轉錄組定序分析，將有助於進一步闡明此議題。

MPL-Cells 阻塞具有動態變化。在某些情況下，阻塞的 MPL-Cells 無法穩定存在，會在血管內緩慢移動。經過一段時間與血管壁的相互作用後，它們可能會脫離並隨血流繼續移動（圖 3I）。另一方面，穩定阻塞的 MPL-Cells 可能會阻擋新進的 MPL-Cells，導致阻塞區域擴大（影片 S4）。然而，大部分新進 MPL-Cells 在一段時間後會脫離並繼續移動。值得注意的是，已穩定阻塞的 MPL-Cell 不會受到新進 MPL-Cell 的影響，也不會被其推移。這種穩定性可能源於 MPL-Cell 與血管壁間形成較強的結合力。類似於血栓的形成，血小板會被吸引至發展中的血栓，但部分血小板因剪切力與血流湍流而脫離（參考文獻 45, 46）。然而，MPL-Cells 阻塞的機制可能與經典的血栓形成路徑不同，後者通常由血管損傷引發，透過血小板與內皮下膠原蛋白的作用開始活化（參考文獻 47）。

MPL-Cells 阻塞迅速降低腦部血流灌注水平。我們在 50 分鐘內未觀察到更長期的變化，30 分鐘與 50 分鐘數據間無顯著差異（圖 7B）。此外，不同血管流速的亞組分析顯示，在較窄、灌流速率較低的血管中，阻塞效應更為顯著（圖 7D）。這支持阻塞主要是由細胞阻塞引起，而非其他因素。

總結而言，本研究發現 MPL-Cells 的阻塞機制可能對心血管健康產生不良影響，並可能與心血管疾病相關。由於人體與小鼠循環系統的差異，需進一步研究其在人類中的影響。長期暴露於 MPs 是否會對人體健康造成更廣泛的影響仍有待探討，因此迫切需要投入更多研究，以全面了解 MPs 對人類血管與神經系統的潛在健康風險。

方法

所有動物實驗均遵循美國實驗動物照護與使用協會（AAALAC）之規範，以及美國國家衛生研究院（NIH）發佈的《實驗動物照護與使用指南》（第八版，2011 年更新）。所有實驗程序均獲得 Charles River 動物照護委員會（PA23053002-0）及北京大學—南京轉化醫學研究院（IACUC-2021-023）批准。

所有小鼠皆飼養於 20° 至 22°C 的恆溫、特定病原體無菌（SPF）動物設施中，每籠 3 至 5 隻，維持 12 小時明暗循環，並可自由攝取水與食物。

本研究使用 8 週齡野生型（WT）C57BL/6J 雄性小鼠，購自 Vital River Laboratory。我們選用 5 μm 直徑的螢光標記聚苯乙烯塑膠微球（MPs），此材料廣泛應用於相關研究領域（參考文獻 65–69）（Baseline，貨號 7-3-0500）。根據先前研究，小鼠隨機分配至未處理組或經口灌胃 100 μl、濃度 2 mg/ml 的 MP 水溶液組。實驗人員知曉小鼠的分組資訊。

MPs 可透過醫療器材進入人體血液（參考文獻 8, 70–72），在人類血液中已檢測到約 12 μg/ml 的 MPs 濃度。本研究在設計實驗濃度時，考量了模擬人體情境的需求。我們透過靜脈注射方式，使小鼠血液中的 MPs 濃度達到相應水平。以 30 g 體重的小鼠為例，其血容量約為 2 ml。我們靜脈注射 100 μl、濃度 1 mg/ml 的 MP 溶液，進入血液後的稀釋最終濃度約為 50 μg/ml。在不同 MP 暴露濃度的實驗中，注射體積維持不變，但 MP 溶液濃度分別調整為 0.5 mg/ml 及 0.1 mg/ml。此外，在不同粒徑塑膠顆粒的暴露實驗中，使用 2 μm（Baseline，貨號 7-3-0200）與 80 nm（Baseline，貨號 7-3-0008）直徑的螢光標記聚苯乙烯塑膠顆粒。

8 週齡 WT 雄性小鼠由 Vital River Laboratory 提供。小鼠在飼養環境中適應 2 週後，用於行為檢測實驗。為減少注射操作對小鼠行為的影響，接受靜脈注射的 WT 小鼠在至少 6 小時後才進行行為測試。一般而言，所有小鼠的注射操作均在 1 小時內完成。對照組小鼠則接受相同體積的磷酸鹽緩衝鹽水（PBS）溶液。

所有手術均在無菌環境下進行，並確保給予動物的所有試劑皆為無菌處理。小鼠以 1.5% 異氟醚（isoflurane）與空氣混合（流速 0.4 升/分鐘）進行麻醉，並在 37°C 加熱墊上維持體溫以進行手術。

成像目標腦區透過立體定位座標確認（運動皮質區，從囟頂點 [bregma] 計算：前後向 0.5 mm、左右向 1.2 mm）。手術過程中，使用高速微型鑽在解剖顯微鏡下對目標區域顱骨進行削薄，並間歇性灌注生理食鹽水，以避免過熱損傷下方腦組織。在去除緻密骨的外層與大部分海綿骨層後，進一步削薄該區域，使其表面平滑並擴展，確保中央區域足夠薄以獲得高品質成像。之後，在區域上滴加生理食鹽水，並放置經 70% 乙醇消毒的 3 mm 直徑玻璃蓋片，再以牙科水門汀固定於玻璃蓋片周圍。手術後，所有小鼠皆單獨飼養於獨立籠內，並於術後恢復 2 至 4 週後用於實驗。

在運動皮質區（座標：前後向 0.5 mm、左右向 1.2 mm、背腹向 -0.3 mm）以 50 nl/分鐘的速率注射 AAV9-hSyn-DIO-mitoEGFP（100 nl；BrainVTA，貨號 PT-2619）與 AAV9-CaMKII-Cre（100 nl；BrainVTA，貨號 PT-0220）。隨後，在運動皮質區植入並固定 3 mm 直徑的玻璃蓋片。小鼠於術後恢復 2 至 4 週後用於實驗。

手術後，小鼠植入透明顱窗，並選擇適合進一步實驗的個體。小鼠被固定於成像平台上，首先進行單光子成像以確定適當的血管視野（FOV）。接著，使用多光子顯微成像（mTPM）。確定包含清晰血管影像的適當 FOV，該區域位於腦膜表面下 20 至 50 μm。隨後，mTPM 及 FOV 穩定固定，以觀察 MP 處理後的變化，確保成像區域一致。

本研究採用快速高解析度大視野（FOV）mTPM 模型，頭部固定裝置重量 2.45 g，透鏡數值孔徑（NA）0.5，FOV 為 520 μm × 440 μm。透過時間序列 xy 成像堆疊（影格率 4.8 幀/秒）或多層成像堆疊（40 層，間距 2.5 μm，影格率 4.8 幀/秒）記錄影像，以監測大腦皮質血管的變化。mTPM 配備水浸式微型物鏡及 920 nm 飛秒光纖雷射。螢光標記 MPs 之激發波長為 920 nm，使用 150-fs 雷射脈衝（80 MHz），通過物鏡後的雷射功率約為 25 mW。

實驗採集約 700 μl 新鮮血液，於 2 小時內置於 EDTA 管中，並在室溫（RT）下與 6.3 ml 10× 紅血球裂解液（Beyotime，貨號 C3702）混合，以裂解紅血球並分離白血球。樣本於 RT 裂解 10 分鐘，並持續在試管旋轉器上混合。隨後，細胞以 300g 離心 5 分鐘，並以 PBS 含 1 mM EDTA（Sorter Buffer）洗滌。細胞以 PBS 洗滌兩次後，進行後續步驟。

細胞以特定表面或細胞內抗體染色（如下所示），染色緩衝液含 1.0% 牛血清白蛋白（BSA）。細胞以 PBS 洗滌三次，所使用抗體包括 anti-CD45（BioLegend，47-0451-80）、anti-F4/80（Life Technologies，11-4801-81）及 anti-Ly6G/Ly6C（BD Biosciences，561103）。細胞經 LSRFortessa（BD）流式細胞儀分析，數據則以 FlowJo X 軟體處理與分析。

小鼠在異氟醚麻醉（3% 誘導，1 至 1.5% 維持，氧氣供應）下進行成像，頭部固定並暴露顱骨。調整相機焦距與曝光時間以獲得最佳成像條件。鎖定成像視野（FOV）後，透過靜脈注射給予小鼠 MPs，並在不同時間點進行測試。每次成像時，連續記錄 1 分鐘的血流灌注水平，並計算各關注區域（ROI）內 1 分鐘的平均灌注水平。

開放場的尺寸為 50 cm（長）× 50 cm（寬）× 40 cm（高）。實驗室環境維持安靜，照明強度控制在約 8 lux。實驗前，小鼠於實驗室環境內適應至少 30 分鐘，以減少對陌生環境的壓力反應。

實驗開始時，將小鼠輕放於開放場的一個角落，每隻小鼠皆從相同的初始位置開始。透過攝影機錄製小鼠行為活動，持續 7 分鐘。兩個實驗組的小鼠接受測試的順序為隨機安排。每隻小鼠實驗結束後，使用酒精清潔場地內殘留的尿液，並待酒精氣味完全散去後，才進行下一隻小鼠的實驗。

Y 迷宮由一個 Y 形結構組成，每個臂的尺寸為 21 cm（長）× 7 cm（寬）× 15.5 cm（高），三個臂長度相等。在實驗開始前，小鼠需於實驗室環境內適應 3 天，以熟悉環境並降低壓力。

迷宮的三個臂分別標記為 A、B、C。小鼠被輕放於固定臂內，面向迷宮中心，並允許其自由探索迷宮 8 分鐘。每隻小鼠測試後，均使用酒精徹底清潔迷宮，以確保無殘留氣味影響下一隻小鼠的行為。

旋轉桿測試用於評估小鼠在旋轉桿上維持平衡的能力。隨著旋轉速度增加，小鼠保持平衡的難度亦隨之提高。

在正式測試前，小鼠經過 2 天訓練，每天 3 次，每次訓練小鼠在以 5 rpm/min 旋轉的桿上行走 3 分鐘。正式測試時，小鼠被放置於旋轉桿上，旋轉速度從 5 rpm/min 逐步提升至 30 rpm/min，過程持續 4 分鐘。在加速期間，記錄小鼠因無法維持平衡而掉落的潛伏時間（latency time）。

小鼠用四肢抓握一根水平固定的 2 mm 直徑木桿，該桿距離下方厚軟墊約 50 cm。測量小鼠從桿上掉落的時間。每次掉落後，小鼠可休息 2 分鐘。每隻小鼠進行 3 次測試，並取平均懸掛時間作為最終結果。

為確保測試一致性，所有實驗均於當天 19:00 至 22:00 之間進行。

影像數據使用 Fiji（v1.54）處理，所有數據以平均值 ± SEM 表示。所有箱形圖顯示數據的中位數。n 代表每組實驗的生物學重複數，並於對應圖例中提供。

所有統計分析皆使用 GraphPad Prism（v8.0.2）進行。兩組數據比較採用 Student’s t 檢定（雙尾、配對或非配對）。當 P < 0.05 時，結果被視為具有統計學顯著性。

參考文獻