醣時
本翻譯僅作學術交流用，無商業意圖，請勿轉載，如有疑議問請來信
研究顯示，當用塑膠針筒儲存動脈血樣並延遲30分鐘分析時，血氧分壓(PO2)會顯著增加，尤其是在0–4°C或22°C下儲存。與即時分析相比，PO2增幅達11.9–13.7 mm Hg。建議如需延遲分析，應使用玻璃針筒儲存樣本，以避免錯誤的結果，尤其是在決定是否降低氧氣供應時，否則可能導致低氧血症。
注射器材質、樣本儲存時間與溫度對人類動脈化血樣中血氣及氧飽和度的影響
Effects of syringe material, sample storage time, and temperature on blood gases and oxygen saturation in arterialized human blood samples
Knowles TP, Mullin RA, Hunter JA, Douce FH. Effects of syringe material, sample storage time, and temperature on blood gases and oxygen saturation in arterialized human blood samples. Respir Care. 2006;51(7):732-736.
https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/16800906/
Abstract
Background
The practice of on-ice storage of arterial-blood samples in plastic syringes for delayed analysis continues, and the effects of storage time and temperature on the measurement of blood-oxygen-saturation values (S(aO2)) have not been adequately described.
Objective
To determine the effects of syringe material, storage time, and storage temperature on normal arterialized blood gas and S(aO2) values.
Methods
We used a temperature-controlled extracorporeal circuit to “arterialize” 500 mL of fresh, whole human blood at 37 degrees C, and we used certified calibration gases of 12% O2 and 5% CO2 to produce normal blood-gas values. From that arterialized blood we took 90 samples and randomly assigned them to 6 groups, until there were 15 samples in each group. The groups were (1) plastic syringe, analyzed immediately, (2) plastic syringe, stored 30 min at 0-4 degrees C, (3) plastic syringe, stored 30 min at 22 degrees C, (4) glass syringe, analyzed immediately, (5) glass syringe, stored 30 min at 0-4 degrees C, and (6) glass syringe, stored 30 min at 22 degrees C.
Results
Compared to the samples that were analyzed immediately, the P(O2) of the samples stored in plastic syringes for 30 min at 22 degrees C and at 0-4 degrees C was significantly higher, with a clinically important magnitude of 11.9-13.7 mm Hg. The P(CO2) of blood stored in glass for 30 min at 0-4 degrees C was significantly lower, although the magnitude of the difference (1.5 mm Hg) was not clinically important. There were no statistically significant differences in pH or oxygen saturation among the 6 groups.
Conclusion
For accurate arterial-blood-gas results, samples drawn in plastic syringes should be analyzed immediately. If the analysis is going to be delayed, the samples should be drawn and stored in glass.
摘要
背景
動脈血樣本在塑膠注射器中儲存在冰上以延遲分析的做法仍在持續，但儲存時間和溫度對血氧飽和度值（S(aO2)）測量的影響尚未充分描述。
目標
確定注射器材質、儲存時間和儲存溫度對正常動脈化血氣及 S(aO2) 值的影響。
方法
我們使用一個溫控體外迴路將 500 毫升的新鮮全人血在 37°C 下「動脈化」，並使用含 12% O2 和 5% CO2 的認證校準氣體來產生正常的血氣值。從這些動脈化血液中抽取 90 個樣本，隨機分為 6 組，每組 15 個樣本。這些組別分別為：（1）塑膠注射器，立即分析；（2）塑膠注射器，儲存 30 分鐘於 0-4°C；（3）塑膠注射器，儲存 30 分鐘於 22°C；（4）玻璃注射器，立即分析；（5）玻璃注射器，儲存 30 分鐘於 0-4°C；（6）玻璃注射器，儲存 30 分鐘於 22°C。
結果
與立即分析的樣本相比，儲存在塑膠注射器中 30 分鐘的樣本在 22°C 和 0-4°C 下的 P(O2) 顯著較高，且差異達到臨床重要性（11.9-13.7 mm Hg）。儲存在玻璃中的血液在 0-4°C 下 30 分鐘的 P(CO2) 顯著較低，但差異幅度（1.5 mm Hg）並無臨床意義。六組間在 pH 或氧飽和度方面沒有統計學上顯著的差異。
結論
為了獲得準確的動脈血氣結果，使用塑膠注射器抽取的樣本應立即分析。如果分析延遲，樣本應抽取並儲存在玻璃中。
引言
動脈血氣分析在評估許多心肺問題患者的氧合及通氣狀況中至關重要。當評估是否需要呼吸治療時，沒有比動脈血氣值更具決定性的測量指標。若動脈血氣分析中出現前分析錯誤，且誤差達到臨床重要性，可能會對患者護理決策產生不利影響。美國呼吸護理協會已採納臨床實踐指南，倡導動脈血樣的最佳取樣、處理和分析方法。1,2 一致認為應儘快進行分析，且取樣後不應超過 30 分鐘；然而，對於將樣本儲存在冰上以及使用塑膠容器的影響，相關證據仍存在矛盾。臨床和實驗室標準研究所（Clinical and Laboratory Standards Institute）建議，不應將塑膠注射器中的樣本置於冰上，而應在室溫下保存並於 30 分鐘內分析，若分析延遲超過 30 分鐘，應使用玻璃注射器。3 一些呼吸護理教材仍未限制冰上的保存。4,5 此外，呼吸學文獻中對注射器材質、樣本儲存時間及溫度對氧飽和度測量影響的考量也不夠充分。
自 1970 年代初塑膠注射器問世以來，已有多項研究探討儲存時間及溫度對血氣測量的影響。6-11 然而，對 pH、PCO2 和 PO2 測量結果的結論並不一致，這可能與研究設計不同、血樣體積不同、初始氧含量不同，以及對注射器設計、大小及血紅素濃度的控制不足有關。一些研究者使用住院患者進行動脈穿刺，而另一些則從留置導管中取得血液。部分研究使用氣體測定儀製造動脈化血樣，且有些研究在樣本初次分析前沒有立即進行，因運送到實驗室的延遲，樣本可能發生了預期外的變化。數個研究者對剩餘血樣進行重複分析，這可能引入誤差。而且注射器如何置於冰上通常未被描述。無一研究報告了氧飽和度的測量。近年來，血樣體積減少，血氣分析技術自動化，床邊分析及血氧測量技術也更廣泛應用。本研究在實驗室控制環境下，使用商業化的動脈血樣取樣設備，探討注射器材質、樣本儲存時間 30 分鐘及兩種不同儲存溫度對正常動脈血氣及氧飽和度值的影響。
方法
本研究在俄亥俄州哥倫布的俄亥俄州立大學進行。我們從美國紅十字會獲得 500 毫升的新鮮全人血，並以檸檬酸磷酸葡萄糖抗凝處理血液。採集血液後測量 pH，並使用碳酸氫鈉將 pH 調整至正常範圍。我們組裝了一個體外迴路來動脈化血液。該系統使用溫控器設定為 37°C，並以 1.5–2.0 L/min 的流速通過含有 12% O2 和 5% CO2 的認證校準氣體至氧合器，並通過設置為 600 mL/min 的離心血泵控制器（Bio-Console 540，Medtronic Bio-Medicus，明尼蘇達州 Eden Prairie）生成預期 PO2 為 91 mm Hg、PCO2 為 37 mm Hg 的動脈化人血。
我們使用 45 個 1 毫升塑膠取樣器（動脈線抽血取樣套件，Portex，新罕布夏州 Keene），其中含有乾燥鋰肝素，專為從動脈線取血設計；以及 45 個 0.24 毫升玻璃取樣器（Roche Diagnostics，印第安納波利斯，印第安納州），其中含有乾燥鈉肝素和鋰肝素，專為動脈取樣設計，總共取得 90 份動脈化血樣。我們使用標有 1 到 6 的骰子隨機將每個樣本分配到 6 個組別之一，每組 15 份樣本。45 份樣本抽取於塑膠取樣器中；其中 15 份立即分析，15 份儲存在室溫（22°C）下 30 分鐘後分析，15 份則儲存在冰水中（0-4°C）30 分鐘後分析。45 份樣本抽取於玻璃取樣器中；其中 15 份立即分析，15 份儲存在室溫（22°C）下 30 分鐘後分析，15 份則儲存在冰水中（0-4°C）30 分鐘後分析。
在分析之前，將儲存的樣本手工水平滾動混合 15 秒。我們使用血氣分析儀（Rapidlab 860，Bayer Healthcare，Diagnostics Division，紐約 Tarrytown）測量 PCO2、PO2、pH 和氧飽和度，這些分析儀經過自動校準並進行了控制檢查。分析儀位於 CLIA（1988 年臨床實驗室改進修正案）認證的實驗室中，並符合所有美國病理學學會關於血氣分析儀和 CO-氧合儀校準、維護和質量保證的當前標準。
我們使用統計軟體（SPSS 13.0 for Windows，SPSS，伊利諾伊州芝加哥）進行數據分析，使用單向方差分析（重複測量）。當 p ≤ 0.05 時，視差異具有統計顯著性。我們應用 Tukey 的誠實顯著性差異事後分析來識別標準臨床實踐（使用塑膠注射器抽取動脈血並立即分析樣本）與 5 種替代方法之間的顯著差異。
結果
表 1 顯示了 6 組中 PCO2、PO2、pH 和氧飽和度的數據。在 pH 和氧飽和度方面，6 組之間沒有統計學上顯著的差異。與使用塑膠注射器收集動脈血並立即分析的標準臨床做法相比，使用玻璃注射器立即分析或儲存 30 分鐘（22°C 或 0-4°C）後的 PO2 沒有統計學上的顯著差異（見圖 1）。然而，儲存在塑膠注射器中 30 分鐘（22°C 和 0-4°C）的 PO2 顯著增加。當儲存在塑膠注射器中 30 分鐘（22°C）時，PO2 增加了 11.9 mm Hg；當儲存在塑膠注射器中 30 分鐘（0-4°C）時，PO2 增加了 13.7 mm Hg。與立即分析或使用玻璃注射器相比，這些差異具有臨床意義。PCO2 有一項統計上顯著的差異。儲存在玻璃注射器中 30 分鐘（0-4°C）的 PCO2 顯著降低，但降低幅度（1.5 mm Hg）無臨床意義。
表 1. 6 種前處理條件下動脈化血液的血氧測定結果
討論
關於動脈血取樣與分析的標準有多種做法，這些標準基於樣本儲存時間、溫度和注射器材質的多項研究。一項指南指出，樣本應立即冷卻，或在室溫下儲存 10-15 分鐘內分析，冰上的樣本可在 1 小時內分析完畢。1 另一項指南則指出，儲存在塑膠注射器中的樣本若在室溫下超過 30 分鐘進行分析是不建議的。2 臨床和實驗室標準研究所（CLSI）建議，塑膠注射器中的樣本不應冷藏，而應保持室溫並於 30 分鐘內分析，若分析延遲超過 30 分鐘，應使用玻璃注射器。3 本研究的設計旨在驗證 30 分鐘的時間限制，並避免先前研究中觀察到的一些局限性。與大多數其他研究不同，我們只使用了商業化的血液採集設備，這些設備配備乾燥抗凝劑，專為動脈血取樣設計。我們使用了玻璃 Roche 動脈微量取樣器來代替玻璃注射器。d’Ortho 研究了這些設備，發現玻璃 Roche 微量取樣器與玻璃注射器之間的血氣值並無顯著差異，無論是 PO2 值在 650、400、200、130 和 80 mm Hg，還是儲存時間達 30 分鐘並儲存在 4°C 和環境溫度下。12
我們獨立採集並分析了所有樣本，從而避免了其他研究中反覆分析剩餘血樣的情況。我們的動脈化設備靠近血氣分析儀，使我們能夠立即分析樣本，而其他研究中的初次分析常常延遲了 5 分鐘。我們使用實驗室模型模擬了直接從動脈線抽取血液，並且研究中納入了三個變數的兩個水準。我們將樣本置於冰水中，應用了 Harsten 等發現更有效的技術。13 我們使用新鮮全血，並在單一集成系統上同時進行血氣分析和血氧測定。
我們的結果與 Mahoney 等的研究結果相似，他們使用 6%、10% 和 14% O2 並使用氣體測定法處理全血，研究了在塑膠和玻璃注射器中儲存 30 分鐘（0°C）以及在室溫（22-23°C）下儲存在塑膠注射器中的影響。6 與我們的發現相似，當 PO2 值在正常範圍內的動脈血在塑膠注射器中儲存 30 分鐘時，Mahoney 等也發現樣本冰存時 PO2 顯著增加（增加 8.4 mm Hg），而室溫儲存時增加 2.6 mm Hg。Mahoney 等未報告在室溫下玻璃注射器儲存 30 分鐘的血液結果。
Liss 和 Payne 研究了在塑膠注射器中，冰存和室溫下血氣的穩定性，使用了 75 名住院患者的樣本。7 部分樣本在運送到實驗室期間冰存，其他樣本則立即分析。初次分析後，樣本被隨機分配為室溫或冰存儲存，剩餘血液樣本在 15 分鐘和 30 分鐘後反覆分析。儘管差異幅度小於我們和 Mahoney 等的觀察結果，Liss 和 Payne 發現樣本在室溫儲存 30 分鐘時 PO2 顯著增加（增加 2.4 mm Hg），冰存則增加 3.0 mm Hg。
Schmidt 和 Muller-Plathe 也研究了在 4°C 和 22°C 下，塑膠和玻璃注射器中血氣值的穩定性，結果相似。8 Beaulieu 等發現當塑膠注射器在室溫下儲存 30 分鐘時 PO2 降低，冰存 30 分鐘時則增加。9 雖然初始結果無差異，但一些樣本的 PO2 初值高於環境值（150-250 mm Hg），這使得解釋這些結果變得困難。Beaulieu 等使用單獨的血氧測定儀測量了室溫和 0-4°C 下儲存在塑膠中的血液氧飽和度，並計算了動脈氧含量。Beaulieu 等並未報告氧飽和度的具體值，且未說明動脈氧含量值是否包含 PaO2 的溶解成分，這些成分由單獨的動脈血氣分析儀測量，使得結果的解釋也更加困難。
Smeenk 等研究了注射器材質、儲存溫度和時間變數，使用了 10 名接受 100% 氧氣治療患者的樣本。10 初次分析延遲了最多 5 分鐘，因為樣本運送到實驗室需要時間，且樣本在室溫或冰浴中隨機分配後，在 15、30、60 和 120 分鐘進行了多次重複分析。考慮到初始 PaO2 為 500 mm Hg，初次分析的延遲及樣本的多次重複分析，Smeenk 等發現塑膠注射器中的樣本在冰浴中儲存 30 分鐘後 PO2 顯著降低（11.2 mm Hg），在室溫儲存時下降更大（40.5 mm Hg）。玻璃注射器中樣本在冰浴儲存 30 分鐘後 PaO2 沒有顯著變化，但在室溫下儲存時顯著下降，平均下降 24.7 mm Hg。
Pretto 和 Rochford 也研究了 PO2 高的血液變化，報告顯示當血液儲存在塑膠注射器中且在室溫下延遲時，PO2 每分鐘下降 9.1 mm Hg，儲存在玻璃中則每分鐘下降 3.7 mm Hg，而儲存在冰中則每分鐘下降 1.4 mm Hg。11
關於不同溫度和材質下動脈血氣變化的解釋有多種理論。根據亨利定律，氧氣和二氧化碳的溶解度增加會降低氣體分壓，且根據蓋-呂薩克定律，氧氣和二氧化碳的分壓隨溫度下降而降低。14
限制
本研究存在一些限制。雖然樣本已混合至少 15 秒並經視覺檢查以確保均勻，但混合時間可能不足。由於注射器和導管尺寸較小，儲存 30 分鐘的過程中可能未導致細胞與血漿分離，但混合不足可能影響氧飽和度的測量。我們未研究在 30 分鐘儲存期間 PO2 變化發生的具體時間點，這些變化可能在整個 30 分鐘內逐漸發生，或集中於某個時段。此外，我們只考慮了正常血氣對 PO2 與大氣壓約 60 mm Hg 和 PCO2 約 37 mm Hg 的分壓差的影響，低氧血症和高碳酸血症樣本可能會產生不同的影響。
結論
為了獲得準確的 PaO2 結果，應立即分析使用塑膠注射器抽取的樣本。不建議將含有動脈血的塑膠注射器樣本放置在冰上保存。如果預計分析會延遲，樣本應使用玻璃注射器抽取並保存。在白細胞增多的情況下，樣本應使用玻璃注射器抽取並儲存在 0-4°C。為進一步研究注射器材質、樣本儲存時間與溫度對動脈血樣本中血氣及氧飽和度的影響，未來的研究應針對與呼吸性酸中毒和輕度低氧血症（常見於心肺問題患者）相符的血氣值，並針對氧合血紅蛋白解離曲線的斜率部分進行分析。
參考文獻
1. American Association for Respiratory Care. AARC Clinical Practice
Guideline: sampling for arterial blood gas analysis. Respir Care 1992;
37(8):913–917.
2. American Association for Respiratory Care. AARC Clinical Practice
Guideline: blood gas analysis and hemoximetry: 2001 revision and
update. Respir Care 2001;46(5):498–505.
3. NCCLS. Procedures for the collection of arterial blood specimens;
approved standard. 4th ed. Wayne, Pennsylvania: NCCLS; 2004.
4. Scanlon CL, Wilkins RL. Analysis and monitoring of gas exchange.
In: Wilkins RL, Stollar JK, Scanlan CL, editors, Egan’s fundamentals of respiratory care, 8th ed. Mosby: St Louis; 2003:360.
5. White G. Basic clinical lab competencies for respiratory care, 4th ed.
Clifton Park, New York: Delmar Publishers; 2003:132.
6. Mahoney J, Harvey J, Wong R, Van Kessel A. Changes in oxygen
measurements when whole blood is stored in iced plastic or glass
syringes. Clin Chem 1991;37(7):1244–1248.
7. Liss HP, Payne C Jr. Stability of blood gases in ice and at room
temperature. Chest 1993;103(4):1120–1122.
8. Schmidt C, Muller-Plathe O. Stability of PO2
, PCO2
, and pH in heparinized whole blood samples: influence of storage temperature with
regard to leukocyte count and syringe material. Eur J Clin Chem Clin
Biochem 1992;30(11):767–773.
9. Beaulieu M, Lapointe Y, Vinet B. Stability of PO2
, PCO2
, and pH in
fresh blood samples stored in a plastic syringe with low heparin in
relation to various blood-gas and hematological parameters. Clin
Biochem 1999;32(2):101–107.
10. Smeenk F, Janssen J, Arends B, Harff G, van den Bosch J, Schonberger J, Postmus PE. Effects of four different methods of sampling
arterial blood and storage time on gas tensions and shunt calculation
in the 100% oxygen test. Eur Respir J 1997;10(4):910–913.
11. Pretto JJ, Rochford PD. Effects of sample storage time, temperature,
and syringe type on blood gas tensions in samples with oxygen
partial pressures. Thorax 1994;49(6):610–612.
12. d’Ortho MP, Delclaux C, Zerah F, Herigault F, Adnot S, Harf A. Use
of glass capillaries avoids the time changes in high blood PO2 observed with plastic syringes. Chest 2001;120(5):1651–1654.
13. Harsten A, Berg B, Inerot S, Muth L. Importance of correct handling
of samples for the results of blood gas analysis. Acta Anaesthesiol
Scand 1988;32(5):365–368.
14. Shapiro BA. Clinical application of blood gases, 5th ed. St Louis:
Mosby Year Book; 1994:14–16.
15. Des Jardins TR. Cardiopulmonary anatomy and physiology, 4th ed.
Clifton Park, New York: Delmar Thompson Learning; 2002:216–
229.